盐胁迫下大岛野路菊形态及组织结构的变化
分别用0（对照），80，120，和200mM NaCl的Hoagland 水培液培养大岛野路菊幼苗，并观察、记录其长势，结果发现与对照相比，盐胁迫对大岛野路菊的生长有抑制作用，但不同浓度盐处理下的植株长势差异不显著。通过比较对照和120mM NaCl 胁迫下的大岛野路菊植株发现，盐胁迫会导致其植株高度变低，茎节间变短，中部完全展开叶增厚变大，下部叶片枯萎脱落等变化。深入研究发现，大岛野路菊叶片随着盐胁迫时间的延长，其叶片显著增厚，且是由于细胞膨大而导致；此外还发生叶片表皮细胞、栅栏组织细胞、叶柄细胞增大，气孔密度变小，表皮毛脱落，腺体破裂等现象。
目录
摘要1
关键词1
Abstract1
Key words1
引言（或绪论）1
1材料与方法2
1.1材料 2
1.2材料培养方法2
1.3整株形态变化的记录2
1.4叶片大小的测量2
1.5石蜡切片制作2
1.6叶片气孔、表皮细胞以及栅栏组织细胞的观察2
1.7扫描电镜观察3
1.8数据分析3
2结果与分析3
2.1大岛野路菊在不同盐浓度下的生长情况3
2.2大岛野路菊叶片在盐胁迫下的形态变化5
2.3盐胁迫下大岛野路菊叶片表面细胞大小及气孔密度的变化7
2.4盐胁迫下大岛野路菊叶片表面微观结构的变化9
2.4.1盐胁迫下大岛野路菊叶片表面表皮毛密度的变化9
2.4.2盐胁迫下大岛野路菊叶片表面腺体的变化9
2.5盐胁迫对大岛野路菊叶柄及幼茎结构的影响10
3讨论 11
致谢12
参考文献12
盐胁迫下大岛野路菊形态及组织结构的变化
引言
引言 盐胁迫通常会导致植株的形态变化，由于盐胁迫对光合的抑制和对呼吸需求的提高，会对其长势造成影响[1]；植株为了保持生长，会将生长部位的盐分转移到衰老组织中[2]，从而会导致老叶变黄、脱落等；在盐胁迫下，耐盐植株体内会积累水分以供细胞正常运转与稀释盐分，便会导致植株叶片、茎等器官的增厚 *好棒文|www.hbsrm.com +Q: @351916072@
，如毛白杨在盐胁迫下叶片显著[3]，盐地碱蓬和假红树等在盐胁迫下发生叶片与茎干的增厚[4]。为防止水分流失，植株在盐胁迫下一般会选择关闭气孔，而且盐胁迫会影响植株叶片生长过程中气孔的分化，从而导致叶片气孔密度的降低，如三色苋在盐胁迫下其新生叶片的气孔密度显著降低[5]。部分植物如木槿等可以通过腺体破裂与表皮毛脱落等主动排出盐分[6]。
而在本实验，主要通过观测大岛野路菊在盐胁迫下整株及叶片为主的形态的变化，试图通过盐胁迫下发生的形态变化，揭示其与其耐盐性关系间的联系。
1 材料与方法
1．1 材料
根据管志勇等（2010b）和施晓梦等（2014）对菊属植物耐盐性的研究结果，本文选择耐盐的大岛野路菊进行研究。材料由大学“中国菊花种质资源保存中心”提供。
1．2 材料培养方法
试验于2015到2017年进行，共重复实验3次。采集生长良好的大岛野路菊嫩稍扦插于基质（蛭石:珍珠岩:营养土=1:1:1）中。插穗生根并展开67片叶后，挑选生长均匀一致的植株移栽并水培于塑料周转箱（体积20 L）内，用Hoagland营养液培养，气泵24 h?d1 通气。缓苗生长7 d后，待用。试验一将生根苗分别置于0（CK），80，120，200mM NaCl（S）的Hoagland营养液中培养，每处理25株。试验二将生根苗分别置于0（CK），和120mM NaCl（S）的Hoagland营养液中，每处理25株。
1．3 整株形态变化的记录
在生长过程进行观察拍照，拍照时间点为0 d, 5 d, 10 d, 20 d。并在处理前和盐胁迫30 d时，在各组中各随机选取15株，分别对株高，鲜重，干重，叶片数量，分枝长度，分枝叶片数量，枯叶数，茎粗等进行测量。其数据用SPSS 20统计软件进行单因素方差分析，对平均数进行独立样本T检验（P≤0.05）。
1．4 叶片大小的测量
采用了描叶称重法确定其面积[7]，从顶端数第一、第三及从基部数第五片叶片在确保不造成损伤的情况下在A4纸上进行描叶，然后剪下称重，依据重量比就是面积比，以此换算出叶片面积。
1．5石蜡切片制作
分别在0 d, 5 d, 10 d, 和 20 d取胁迫和对照植株的从顶端数第四片展开叶，取避开叶脉的叶上同一位置取样，将其切成0.3×0.3 cm的小块，用FAA固定液固定。随后样品用梯度浓度的酒精脱水，再用梯度浓度的二甲苯替换出酒精，然后包埋于石蜡中。用切片机将包埋好的叶片横切成25 μm的薄片，并用0.1%的甲苯胺蓝(w/v)染色。切片，并用Smarscape 2002软件进行拍照以及叶片厚度的测量[8]。每切片观察10个视野，每个品种观察45个切片。并取盐胁迫30 d的胁迫和对照植株的从顶端数第四片展开叶的叶柄中段，以及侧枝的顶端数第三节和主枝的顶端做石蜡切片，试验方法同上。
1．6 叶片气孔、表皮细胞以及栅栏组织细胞的观察
分别在0 d, 5 d, 10 d, 和 20 d取胁迫和对照植株的叶片，将其泡入漂白剂（50g/L次氯酸钠和13g/L氢氧化钠）中，浸泡至透明后，便可用Olympus BX41显微镜观察气孔、表皮细胞以及栅栏组织细胞并拍照[9]。叶片取样位置及计数方法同上。
1．7 扫描电镜观察
在胁迫30 d后，分别取对照与胁迫植株顶端以下的第四片完全展开叶，用刀片在其相同的部位（蜡质观察上表皮，表皮毛分别避开叶脉和不避开叶脉观察下表皮，腺体在去除表皮毛后观察上、下表皮）切取为约为0.3×0.3 cm的小块，根据扫描电镜常规的样品制备方法[10]，用2.5%戊二醛（0.1 M磷酸缓冲液PH 7.2）进行固定、抽气，再经乙醇梯度脱水，临界点干燥（蜡质观察为将样品保存于液氮中，随后冷冻干燥以避免乙醇溶解蜡质），离子镀膜，然后在扫描电子显微镜下观察、拍照。每个切片观察10个视野，每个实验观察45个切片。
目录
摘要1
关键词1
Abstract1
Key words1
引言（或绪论）1
1材料与方法2
1.1材料 2
1.2材料培养方法2
1.3整株形态变化的记录2
1.4叶片大小的测量2
1.5石蜡切片制作2
1.6叶片气孔、表皮细胞以及栅栏组织细胞的观察2
1.7扫描电镜观察3
1.8数据分析3
2结果与分析3
2.1大岛野路菊在不同盐浓度下的生长情况3
2.2大岛野路菊叶片在盐胁迫下的形态变化5
2.3盐胁迫下大岛野路菊叶片表面细胞大小及气孔密度的变化7
2.4盐胁迫下大岛野路菊叶片表面微观结构的变化9
2.4.1盐胁迫下大岛野路菊叶片表面表皮毛密度的变化9
2.4.2盐胁迫下大岛野路菊叶片表面腺体的变化9
2.5盐胁迫对大岛野路菊叶柄及幼茎结构的影响10
3讨论 11
致谢12
参考文献12
盐胁迫下大岛野路菊形态及组织结构的变化
引言
引言 盐胁迫通常会导致植株的形态变化，由于盐胁迫对光合的抑制和对呼吸需求的提高，会对其长势造成影响[1]；植株为了保持生长，会将生长部位的盐分转移到衰老组织中[2]，从而会导致老叶变黄、脱落等；在盐胁迫下，耐盐植株体内会积累水分以供细胞正常运转与稀释盐分，便会导致植株叶片、茎等器官的增厚 *好棒文|www.hbsrm.com +Q: @351916072@
，如毛白杨在盐胁迫下叶片显著[3]，盐地碱蓬和假红树等在盐胁迫下发生叶片与茎干的增厚[4]。为防止水分流失，植株在盐胁迫下一般会选择关闭气孔，而且盐胁迫会影响植株叶片生长过程中气孔的分化，从而导致叶片气孔密度的降低，如三色苋在盐胁迫下其新生叶片的气孔密度显著降低[5]。部分植物如木槿等可以通过腺体破裂与表皮毛脱落等主动排出盐分[6]。
而在本实验，主要通过观测大岛野路菊在盐胁迫下整株及叶片为主的形态的变化，试图通过盐胁迫下发生的形态变化，揭示其与其耐盐性关系间的联系。
1 材料与方法
1．1 材料
根据管志勇等（2010b）和施晓梦等（2014）对菊属植物耐盐性的研究结果，本文选择耐盐的大岛野路菊进行研究。材料由大学“中国菊花种质资源保存中心”提供。
1．2 材料培养方法
试验于2015到2017年进行，共重复实验3次。采集生长良好的大岛野路菊嫩稍扦插于基质（蛭石:珍珠岩:营养土=1:1:1）中。插穗生根并展开67片叶后，挑选生长均匀一致的植株移栽并水培于塑料周转箱（体积20 L）内，用Hoagland营养液培养，气泵24 h?d1 通气。缓苗生长7 d后，待用。试验一将生根苗分别置于0（CK），80，120，200mM NaCl（S）的Hoagland营养液中培养，每处理25株。试验二将生根苗分别置于0（CK），和120mM NaCl（S）的Hoagland营养液中，每处理25株。
1．3 整株形态变化的记录
在生长过程进行观察拍照，拍照时间点为0 d, 5 d, 10 d, 20 d。并在处理前和盐胁迫30 d时，在各组中各随机选取15株，分别对株高，鲜重，干重，叶片数量，分枝长度，分枝叶片数量，枯叶数，茎粗等进行测量。其数据用SPSS 20统计软件进行单因素方差分析，对平均数进行独立样本T检验（P≤0.05）。
1．4 叶片大小的测量
采用了描叶称重法确定其面积[7]，从顶端数第一、第三及从基部数第五片叶片在确保不造成损伤的情况下在A4纸上进行描叶，然后剪下称重，依据重量比就是面积比，以此换算出叶片面积。
1．5石蜡切片制作
分别在0 d, 5 d, 10 d, 和 20 d取胁迫和对照植株的从顶端数第四片展开叶，取避开叶脉的叶上同一位置取样，将其切成0.3×0.3 cm的小块，用FAA固定液固定。随后样品用梯度浓度的酒精脱水，再用梯度浓度的二甲苯替换出酒精，然后包埋于石蜡中。用切片机将包埋好的叶片横切成25 μm的薄片，并用0.1%的甲苯胺蓝(w/v)染色。切片，并用Smarscape 2002软件进行拍照以及叶片厚度的测量[8]。每切片观察10个视野，每个品种观察45个切片。并取盐胁迫30 d的胁迫和对照植株的从顶端数第四片展开叶的叶柄中段，以及侧枝的顶端数第三节和主枝的顶端做石蜡切片，试验方法同上。
1．6 叶片气孔、表皮细胞以及栅栏组织细胞的观察
分别在0 d, 5 d, 10 d, 和 20 d取胁迫和对照植株的叶片，将其泡入漂白剂（50g/L次氯酸钠和13g/L氢氧化钠）中，浸泡至透明后，便可用Olympus BX41显微镜观察气孔、表皮细胞以及栅栏组织细胞并拍照[9]。叶片取样位置及计数方法同上。
1．7 扫描电镜观察
在胁迫30 d后，分别取对照与胁迫植株顶端以下的第四片完全展开叶，用刀片在其相同的部位（蜡质观察上表皮，表皮毛分别避开叶脉和不避开叶脉观察下表皮，腺体在去除表皮毛后观察上、下表皮）切取为约为0.3×0.3 cm的小块，根据扫描电镜常规的样品制备方法[10]，用2.5%戊二醛（0.1 M磷酸缓冲液PH 7.2）进行固定、抽气，再经乙醇梯度脱水，临界点干燥（蜡质观察为将样品保存于液氮中，随后冷冻干燥以避免乙醇溶解蜡质），离子镀膜，然后在扫描电子显微镜下观察、拍照。每个切片观察10个视野，每个实验观察45个切片。
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